MAVİDİL HASTALIĞINA KARŞI AŞILAMA İLE MÜCADELE
Transkript
MAVİDİL HASTALIĞINA KARŞI AŞILAMA İLE MÜCADELE
MAVİDİL HASTALIĞINA KARŞI AŞILAMA İLE MÜCADELE Dr. Özden KABAKLI Etlik Veteriner Kontrol Merkez Araştırma Enstitüsü- ANKARA Mavidil, ruminantların bulaşıcı olmayan, enfeksiyöz ve vektörler ile nakledilen bir virus hastalığıdır. Hastalık, Reoviridae ailesi içerisinde yer alan Orbivirus genusuna dâhil Mavidil virusu tarafından oluşturulur (20). Mavidil virus genomu 10 adet çift zincirli RNA segmentinden meydana gelir. Her genom segmenti bir viral proteini kodlar. Toplamda virusa ait yedi adet yapısal (VP1-VP7) ve dört adet yapısal olmayan (NS1-NS3/A) protein mevcuttur. En dış tabaka (dış kapsid) VP2 (segment 2) ve VP5 (segment 6) proteinlerinden oluşur, VP2 proteini hedef hücre reseptörlerine tutunmada, hücreye girişte sorumludur (47,53). Son yıllarda yapılan çalışmalar virulenste de görevli olduğunu göstermektedir. Ayrıca virusun en değişken proteinleri olup, nötralizan antikorlar ile ilişkileri virusun serotipini belirler. İç kapsid VP7 ve VP3 (segment 7 ve 3) tarafından oluşturulan iki tabaka halindedir. Çift katlı kapsid tabakasının içerisinde viral genom ile birlikte viral enzim aktivitelerini gerçekleştiren VP1, VP4 ve VP6 proteinleri bulunur. Yapısal olmayan NS1 proteini 5. segment tarafından kodlanır. Bu protein viral replikasyon sırasında hücre sitoplazmasında, görevi halen tanımlanmamış olan tubuler yapıları oluşturur. Virulenste görevli olan NS3/NS3A proteinleri segment 10’dan sentezlenirler ve glikozlanmış proteinlerdir. Bu proteinler mavidil virusunun serotipleri ve suşları arasında oldukça iyi korunmuştur (47,49,53). Günümüzde mavidil virusuna ait, aralarında çapraz bağışıklık bulunmayan 26 farklı serotipi tespit edilmiştir (7). Mavidil virusunun bilinen tüm ruminant türlerini enfekte edebildiği düşünülmektedir. Enfeksiyon sığır ve vahşi ruminantlarda genellikle asemptomatiktir (47). Bununla birlikte koyunlarda özellikle de yüksek verime sahip ırklarda, yüksek ateş, nazal akıntı, baş bölgesinde ödem, oral mukozalarda hiperemi ve ülserasyon, dilde siyanoz ve ayak lezyonları ile seyreden klinik tablo oluşturur. Ayrıca döl veriminde azalma, abort ve konjenital anomalilere de neden olmaktadır (4,41). Hastalık duyarlı bireyler arasında Culicoides türü sokucu sinekler tarafından nakledilmektedir (4). Bir hayvandan diğerine direk bulaşma semen ve plasenta yolu ile olmaktadır (20). Enfeksiyon özellikle Culicoides popülasyonunun ortaya çıktığı yaz sonu ve sonbahar aylarında görülmektedir (4). Enfekte sığırlar, 12-14 haftaya kadar uzayabilen viremi dönemi ile mavidil epidemiyolojisinde önemli rezervuarlardır. Bu rezervuarlarda kış aylarında varlığını devam ettiren virus, kış sonunda sokucu sinekler yolu ile duyarlı konaklardaki yayılımına devam eder (20,41,46). Mavidil enfeksiyonu, Uluslararası Salgınlar Ofisi’nin düzenlediği A grubu hastalıklar listesinde yer almaktadır. Mavidil virusu uygun koşulları yakaladığı dönemlerde hızlı bir şekilde yayılma özelliğine sahiptir. Tüm bunlarla birlikte salgın meydana gelen ülkede hayvan ve hayvansal ürünlerde uygulanan ambargolar, ciddi sosyo-ekonomik problemleri de beraberinde getirmektedir (22,41,44). Günümüzde 35o güney ve 50o kuzey enlemleri arasında kalan bölgede global bir yayılım gösteren Mavidil 1940’ lara kadar sadece Güney Afrika’ da tanımlanırken, 1943 yılında Kıbrıs’ ta ve 1956-1957 yıllarında Portekiz ve İspanya’da ortaya çıkan enfeksiyon takip eden yıllarda Amerika, Orta Doğu, Asya ve daha sonrada Avusturalya’ da da görülmeye başlanmıştır (44,48,50). Enfeksiyon, Kuzey Avrupa’ da 1998 yılına kadar her defasında tek bir serotipin meydana getirdiği periyodik ve kısa süreli epizootiler şeklinde ortaya çıkmaktaydı. Ancak, 1996 ve 2006 yılları arasında Avrupa kıtasında, altı farklı serotipin (serotip 1, 2 ,4, 8, 9 ve 16) oluşturduğu en az on adet enfeksiyon çıkışı rapor edildi. Enfeksiyon 1998 yılından bu yana kademeli olarak yayılımına devam etmektedir. Ağustos 2006 da, Hollanda, Belçika, Almanya ve Kuzey Fransa da ilk defa BTV-8 salgınları ile BT enfeksiyonu ortaya çıkmıştır (2,3,50). Kuzey Afrika da ortaya çıkan BTV-1, buradan Sardunya adasına geçmiştir. Kıbrıs adasında BTV-4 varlığına ek olarak, BTV-16 tespit edilmiştir (45). Ülkemizde Mavidil virusunun varlığı ilk olarak 1944 yılında Hatay bölgesinde bildirilmiştir. Bunu takiben 1978 ve 1979 yılları arasında Yonguç ve ark.(74) tarafından ikinci bir mavidil salgını rapor edilmiş ve etken serotip 4 olarak tanımlanmıştır. Uzun bir aradan sonra 1999 ve 2001 yılları arasında Etlik Merkez Veteriner Kontrol ve Araştırma Enstitüsü Viroloji Teşhis Laboratuvarı tarafından Edirne ilinde mavidil enfeksiyonu tespit edildi (21). Sinek popülasyonunun aktif olduğu dönemde ise enfeksiyon Ege ve Akdeniz bölgelerine yayıldı. Türkiye' de en son salgın 2014 yılında Yunanistan ve Bulgaristan'ın ardından Trakya bölgesinde BTV- 4 salgını başlamıştır. Türkiye’de halen tip 4, 9 ve 16 olmak üzere 3 farklı serotipinin bulunduğu bildirilmektedir (21,54). KONAKÇI DUYARLILIĞI -VİREMİ VE İMMUN YANIT Enfekte hayvanlarda uzun bir viremi olsa da, persistent değildir (4,10,46). Diğer kan hücrelerinin aksine, enfeksiyonun geç safhalarında dahi vireminin devamlılığı virusun bağlı olduğu eritrositin yaşam süresine bağlıdır (41). Ayrıca viremi enfekte olan hayvan türü ve ırkıyla da ilişkilidir. Viremi koyunlarda 14-54 gün ve keçilerde 19-54 gün arasında devam eder (6,33,37,38). Sığırda ise bu süre 60 hatta 100 güne kadar uzayabilir (70); bu durumda epidemiyolojik açıdan sığırı önemli bir konak haline getirir (55). Enfekte hayvanlar virusa interferon üretimi ve humoral ve hücresel immün yanıtlarla cevap verir (39,43). Serotipe özgü, VP’2 proteinine karşı oluşmuş nötralizan antikorlar, homolog suşla tekrar enfeksiyona karşı koruma sağlar (18,29,43,69). Ayrıca daha az miktarda olmakla beraber VP5 proteinine de karşı nötralizan antikor uyarımı oluşur (35,61). Bunların yanı sıra enfekte ruminantların kan serumları serogrup spesifik VP7, yapısal ve yapısal olmayan diğer viral proteinlere karşı oluşan antikorları içerebilir (40,42,59). BTV’ ye karşı oluşan hücre aracılı immün yanıt virusun yayılımını azaltabilir, ancak virusu tamamen ortadan kaldıramaz (4,39). Enfekte hücrelerde sitotoksik bir etki yaratarak, CD8+ T lenfositler en etkili rolü oynar (4,39,69). Aktif İmmun Yanıt Koyunlarda virulent virus ya da aşı suşuna karşı oluşan serotip spesifik aktif immun yanıt infeksiyondan ya da aşılamayı takip eden 30. günde en yüksek seviyesine ulaşır ve koruyucu düzeyde serotip spesifik nötralizan antikorlar SN test gibi invivo yöntemler ile 12 aya kadar tespit edilebilir (11,30). Tespit edilebilir antikor titresi enfeksiyon ve aşılamayı takiben 16. günde yükselmeye başlar 44-66 hafta arası kalıcı olur. (11,38). Koyunlarda duyarlı türlerde ve virusun antijenitesine bağlı olarak nötralizan antikorlar 10. günde görülmeye başlayabilir ve 2 yıl boyunca tespit edilebilir. Aşılanan veya enfekte keçilerde ve sığırlarda nötralizan antikorlar koyunlarda olduğu gibi erken görülmez ancak 4 hafta gibi aynı sürede yüksek titreye ulaşır ve 2 yıl süresince tespit edilebilir. Keçilerde ve sığırlarda da koyunlarda olduğu gibi koruyucu düzeyde nötralizan antikorlar 12 ay boyunca görülür. (5,11,6,37,46). Günümüzde mavidil virusuna ait, aralarında çapraz bağışıklık bulunmayan 26 farklı serotipi tespit edilmiştir, bu serotiplerden endemiler oluşturan 15 serotipe karşı 3 şişe de 5'li kombinasyonlar şeklinde Güney Afrika' da Ondersport' ta polyvalan attenue canlı aşılar üretilmektedir. Benzer şekilde Amerika' da da bazı serotiplere karşı attenue canlı aşılar üretilmektedir. Bu aşılar homolog suşlara karşı koruma amaçlı kullanılmaktadır (27,49,57,58). Yapılan araştırmalar ve saha uygulamaları sırasında bazı serotipler arasında çapraz nötralizasyon yani çapraz koruma olduğu bildirilmiştir, özellikle aynı serogrup içinde olan serotipler arasında heterolog suşlara karşı kuvvetli koruma sağlandığı gösterilmiştir. BTV- 4 ile immunize edilmiş koyunlarda aynı serogrup içinde yer alan BTV- 9, 10, 11'e ve farklı serogrupta yer alan BTV-1 'e karşı challenge yapılmış ve BTV- 9 ve BTV-11'e karşı tam koruma sağladığı, BTV-10 ve BTV-1'e karşı kısmi koruma sağladığı gösterilmiştir (77). Benzer şekilde inaktif aşılarla da heterolog suşlara karşı koruma sağlandığı bazı araştırıcılar tarafından gösterilmiştir (14) . Pasif İmmun Yanıt BTV yönünden immun olan koyunlardan, sığır ve keçilerden doğan yavrular kolostrum ile elde ettikleri pasif immunite (maternal antikorlar) ile enfeksiyonlara karşı yüksek düzeyde koruma sağlarlar. Bu pasif immunite 3-6 ay arasında koruma sağlamaktadır (11). KORUMA VE PROFİLAKTİK İMMÜNİZASYON BTV ile enfekte ülkelerden hayvan ithalatının yasaklanması öncelikli bir önlemdir, bunu sahanın klinik, serolojik ve virolojik olarak incelenmesi ve vektör takibi izler. Profilaktik immünizasyon ve vektör kontrolü veya vektör saldırılarının engellenmesi de önlemler arasında yer alır. Birçok ülke için ciddi bir ekonomik problem olan mavidil virusu (BTV) ile mücadelede en etkili yol hayvan sürülerinin hastalığa karşı yüksek düzeyde bağışık hale getirilip, bundan doğacak ekonomik kayıpların, virus sirkülasyonun ve hayvan hareketlerindeki kısıtlamanın önüne geçmektir. Koruyucu aşılama sürünün en azından %80' ini kapsayacak şekilde gerçekleştirildiğinde, klinik mavidili ya da doğadaki BTV döngüsünü kırarak hastalık sürecini hafifletebilir; bu sayede hayvan kayıplarına bağlı ekonomik zararı azaltır ve BTV enzootik bölgelerden hayvan naklini ve ticaretini mümkün kılar (9,17,66). Mavidil aşıları serotip spesifik olduğundan, kullanımından önce bölgede sirküle eden serotip dikkate alınmalıdır. Ülkeler arasında farklılıklar olmasına karşın yoğun mavidil aşılama programları; sadece koyunların aşılanması, koyun, keçi ve sığırların tümünün aşılanması şeklinde uygulanmakta olup amaç virus sirkülasyonunu kırmaktır (17). İdeal bir Mavidil aşısı; mümkün olduğunca çok BTV serotipine karşı koruma sağlaması, aşı virusunun tekrar virülent hale geçmemesi, sirküle olan diğer suşlarla rekombine olmaması, aşılı ve aşısız hayvanların ayrımına imkan vermesi, kolay erişilebilir ve ucuz olması istenmektedir. Ne yazık ki günümüzde tüm bu istekleri bünyesinde barındıran tek bir aşı türü yoktur. Mavidil aşılarına ilişkin en erken bildiri Theiler tarafından 1906 yılında, Güney Afrika’ dan gelmiştir. Bunu takiben Güney Afrikalı bilim adamları 1951 yılında Alexsander ve Haig (1) ilk yumurta adapte attenüe suşları geliştirdiler. Bu çalışma 15 değişik serotip için attenüe virus aşılarının kullanılmasına ve sadece Güney Afrika’ da değil pek çok diğer ülkede hastalığın kontrolü için önemli rol oynamasına sebep olmuştur. Bu bölgelerde multivalan olarakta hazırlanan attenue aşılar halen kullanılmaktadır. Türkiye’de 1978 yılından itibaren SA BTV-4 suşundan hazırlanan monovalan attenue mavidil aşısı üretilmekte ve kullanılmaktadır (21,74). Bununla birlikte değişik ülkelerde ve ülkemizde benzer canlı attenüe aşılar, endemik serotiplere veya spesifik salgınlara karşı geliştirilmiştir (19,23,27,31,34,65). Bunun yanısıra inaktif mavidil aşı üretimi için farklı aşı çalışmaları mevcut olup ilk çalışmalar içinde Parker ve arkadaşları'na (56), ait inaktif aşı denemesi en çok bilinenidir. 1998 sonrası Güney Avrupa'da çıkan mavidil salgınından sonra Savini va ark. (63) BTV-2 ve BTV-4'e karşı inaktif monovalan daha sonra bivalan aşı geliştirmişlerdir. Daha sonra inaktif aşı çalışmaları devam etmiştir. Bugün için Avrupada kullanılan monovalan BTV-1,BTV-8 ve BTV-9 inaktif aşılar mevcuttur (67,76). Canlı ve inaktif aşı seçeneklerinden dolayı, aşı ile hastalık mücadelesinde ülkeler arasında farklı uygulamalar vardır. Onlarca yıldır Amerika Birleşik Devletleri, Güney Afrika, İsrail ve Hindistan gibi ülkeler Modifiye Canlı BT aşısını (MLV) kullanmaktadırlar. 1999 yılına kadar ciddi bir BT salgınıyla karşılaşmayan Avrupa Birliği (AB) ülkelerinde ise BT enfeksiyonunu takiben ülkeler bazında değişmekle beraber yaklaşık 6 yıl süreyle MLV kullanılmış ve bu süreçte geliştirilen inaktif BT üretimiyle, AB ülkeleri inaktif aşı kullanımına yönelmiştir (16,17,49) . Bununla birlikte yeni aşı çalışmalarına devam edilmektedir. Bugün için aşılı ve enfekte hayvanların ayrımını sağlamak (DIVA) inaktif aşılarla teorik olarak mümkün görülsede henüz geliştirilmiş bir sistem bulunmamaktadır. İnaktif ve MLV BT aşılarına alternatif olması amacıyla genetik olarak yapısı değiştirilmiş çeşitli protein aşılar, virusbenzeri parçacık aşıları gibi yeni nesil aşı çalışmalarıda yapılmaktadır. Alternatif olarak antiviraller, siRNA, interferon and nanoteknoloji mavidilin kontrolunde mümkün olacaktır (9). Attenüe Viral Aşılar Attenüe viral aşılar ucuz, üretimi kolay ve tek doz halinde uygulandığında en az bir yıl süren güçlü immun yanıt alınan aşılardır. Bu aşılar salgın olan bölgelerde salgını kontrol etmekte oldukça etkilidirler. Koyunlarda belirgin klinik belirti oluşturmaksızın çoğalırlar ve aynı serotip virulent virusa karşı koruma sağlarlar. Heterolog serotiplere karşı bazılarında tam koruma sağlarken bazılarında kısmi koruma sağlarlar. Attenüe aşı ile aşılanmış hayvanlar uzun süreli humoral antikor yanıt oluştururlar. Ancak attenüe BTV aşılarının bazı dezavantajlarıda (53,68,71,75) bulunmaktadır: Gebeliğin ilk trimester yada ilk yarısında canlı aşı uygulaması sonucu fötal malformasyonlar olabilir, attenüe BTV plesentayı geçerek, gebe ruminantlarda aborta sebep olabilir (9,26), koç katımından kısa süre önce canlı aşı ile aşılanırsa koçlarda geçici steriliteye sebep olabilir (13,66). Attenue canlı mavidil aşılarının bilinen bu yan etkilerinden dolayı aşı prospektüslerinde gerekli uyarılar bulunur. Aşılama takvimi bu dönemler göz önünde bulundurularak anaç koyunlara kuzulamayı takiben ya da koç katımından 9-15 hafta öncesi yapılması, koçlara da koç katımından sonra aşılama yapılması önerilir. Eğer koç katımından önce yapılma zorunluluğu varsa koçların en azından 9 hafta öncesinden aşılanmaları önerilir (9,13). Ayrıca attenue aşı viruslarının ruminantlarda iki hafta süren viremi sebebiyle aşı virusu ile virulent vahşi viruslar ile reassortment oluşturma riski, yeni virulent suşların oluşmasına sebep olarak, gerek omurgalı konaklarda gerekse vektörlerde virulent hale geri dönme potansiyeli olabileceği bildirilmiştir (72). Ancak yıllardır Amerika Birleşik Devletleri, Güney Afrika, İsrail ve Hindistan gibi ülkelerin yanısıra ülkemizde de Modifiye Canlı BT aşısı (MLV) kullanılmaktadır ve iddia edilen bu etkilerin hiçbiri kanıtlanmamıştır. Bununla beraber Caporale ve Giovanni (17) canlı aşıların beşeri hekimlikte ve hayvan sağlığında yıllardır güvenle kullanıldığını bunların sadece bir hipotez olduğu gerçek bilimsel verilere dayanmadığını, bildirmişlerdir. Kullanımda olan attenue aşıların diğer bir dezavantajı olarak sadece koyunlar için dizayn edildiği ve bunların diğer türlerde güvenlik ve etkinliğine dair çok az veri olduğu söylenmekteydi. 1998 sonrası Güney Avrupa'da çıkan mavidil salgınından sonra attenue canlı mavidil aşıları sığır ve keçi sürülerinde de etkili ve güvenli olarak kullanılabileceği gösterildi (17,63) İnaktif Tam Partikül Aşısı Bunlar attenüe aşılara göre önemli avantajlar sağlar, çünkü konakta replike olan bir virusun olmaması viremi, vektör transmisyonu ve virulense dönüş gibi şüpheleri ortadan kaldırır. Bu aşı aynı zamanda attenüe mavidil aşılarında belirtilen fötal enfeksiyonların oluşmasını ve viral reassortmentin meydana gelme olasılığını ortadan kaldırır. İnaktif aşıların kullanımı aynı zamanda yeni oluşan serotiplere karşı hızlı bir önlem alınmasına olanak verir. Yeni bir tip sahadan izole edildiğinde bu hızla üretilebilir, klonlanabilir ve Beta-propialakton (32,56,64), gama radyasyon (15) veya Binaryetilenimine (8,57,68) ile kolayca inaktive edilebilir. Bu doneleri temel alan inaktif aşılar ticari olarak kullanılmaktadır ve iyi bir immünojenite ve güvenliğe sahip olduğu gösterilmiştir (32,57,58,63,64). Bununla birlikte inaktif aşıların üretimi attenüe aşılara göre daha pahalı ve aynı zamanda koruyucu bağışık yanıt oluşturabilmeleri için bir adjuvantla en az iki doz olarak uygulanması gerekmektedir. İnaktif aşıların oluşturduğu antikorlar kısa sürelidir ve kısa süreli bağışıklık oluştururlar. YENİ NESİL AŞILAR Son zamanlardaki rekombinant DNA teknolojisi, güvenli aşıların geliştirilmesine imkan sağlamıştır. Bu aşılar henüz ticari değildir. Bu teknoloji hem güvenlik hem de marker aşı geliştirmedeki potansiyeli açısından önemli avantajlar sağlar. Marker aşılar risk altında olan bölgelerde, arilik statüsünü tehlikeye atmadan profilaktik amaçla da kullanılabilir. Bununla beraber yürütülecek serolojik test ile aşılı ve aşısız hayvanlar ayırt /edilebilir. DNA rekombinant teknolojisi yüksek koruyucu immün cevap oluşturabilecek imünojenik proteinlerin ve partiküllerin sentezini sağlar. Son yıllarda insektlere özgü Baculovirusler yabancı proteinlerin yüksek düzeyde sentezi için vektör olarak kayda değer bir şekilde gündeme gelmiştir. Protein mühendislik sistemleri bireysel mavidil virus proteinlerinin, çekirdek- (tek kılıf) benzeri ve virus-benzeri (çift kılıf) çoklu protein yapılarının (CLP, VLP) sentezi için kullanılmaktadır. Bu 16 adet mühendislik ürünü partiküller özellikle virus partiküllerinin taklit edeler fakat her hangi bir genetik materyal içermezler (24,25). VLP’ ler virulent BTV maruziyetine karşı tip spesifik ve uzun süreli koruma sağlar. Buna ek olarak, iki farklı serotip için VLP karışımları karıştırılan her serotip için tam koruma sağlarken, yakın ilişkili serotiplere karşıda (VP2’ nin amino asit dizilimine dayanarak) kısmi koruma sağlar. Dolayısıyla VLP’ ler BTV aşılaması için değerli bir yaklaşım sunarlar. Ters genetik ve Gelecekteki aşılar BTV için geliştirilen geleneksel aşılar virusun yumurtalarda veya koyunlarda pasajı ile attenüasyonuna dayanır. Son zamanlarda BTV için geliştirilen ters genetik sistemi attenüe aşıların rasyonel dizaynına olanak sağlar. Enfeksiyöz BTV DNA klonlarından invitro olarak her bir genom segmenti için bir transkript oluşturarak üretilir ve bu transkriptler duyarlı hücrelerin transfekte etmek için kullanılır (28). Bu sistem sonuçta oluşan virus canlı kaldığı müddetçe BTV genomuna herhangi bir mutasyonu tanıtma imkânı sağlar. BTV mutantlarının ruminant konaklardaki virulensi test edebilme özelliği BTV’nin patojenite determinantlarını belirlemeye yardımcı olur ve bu sonuçlar çok sayıda attenüe edici mutasyonlarla virus suşlarını dizayn etmede kullanılabilir. Ters genetik verileri ve BTV VIPlerinin oluşturulması, patojenik olarak farklı serotiplerden gelen dış kapsid proteinlerinin canlı BTV suşlarını oluşturabilmek için sağlam çekirdek proteinleri üzerinde bir araya gelebildiğini teyid etmiştir (12,36,55). Bu gözlem belirli bir attenüe genetik temeli ve ilgilenilen serotipten elde edilen antijenik olarak önenli dış kapsid proteinlerinin tanıtılmasının mümkün olacağını ortaya koymaktadır. Ters genetik aynı zamanda BTV için engellenmiş tek siklus (Disabled infectious single cycle = DISC) aşılarının geliştirilmesi için temel oluşturur. Bu aşılar da virus aşılanan hayvanı enfekte eder, fakat bunun bir replikasyon siklusunu tamamlamasını engeller. Enfeksiyonun sonlandırılması, enfeksiyon bölgelerinde viral bölgelerin sentezine izin verirken hayvanlarda enfeksiyoz virus veya hastalık oluşmaz. Bu duruma sıra dışı attenüasyon formu da denir. Bir disk aşı suşu inaktif aşıların pek çok güvenlik özelliğini sergilerken doğal enfeksiyon bölgelerinde viral proteinlerin sentezini korur ki bu da canlı aşılarda gözlemlenen bir özelliktir. BTV için geliştirilen disk aşılarının (60) daha güvenlikli olması ve daha iyi bağışıklık oluşturması gelecek için heyecan verici bir gelişmedir. Rekombinant Aşılar Rekombinant virus benzeri partiküller (VLP) veya tek BTV antijenleri gibi rekombinant aşılar güvenlidir ve etkili oldukları gösterilmiştir (28,51,62) VLP aşıları değişik ülkelerde bazı klinik denemeleri yapılan tek aşılardır (35). Bunlar düşük dozda iki inokulasyon ile uzun süreli koruma sağlarlar. Böcek hücre kültürü üretimindeki son gelişmelere bağlı olarak VLP aşıları çok uygun maliyetlerde üretilebilir. Kaynaklar 1. ALEXANDER, R.A., HAİG, D.A. (1951). The use of egg attenuated bluetongue virus in the production of a polyvalent vaccine for sheep. Onderstepoort J. Vet. Res. 25 (1): 3-15. 2. Anonim (1999) Bluetongue emergency in Bulgaria, Turkey and Greece. In, EMPRES Transboundary Animal Diseases Bulletin. Erişim: [http://www.fao.org/documents/show_cdr.asp?url_file=/docrep/X3444e/x3444e04.htm] 3. Anonim (2004a) Bluetongue in Croatia. Serological findings in sentinel bovine animals. Follow-up report no:1. In, Disease Information, 3 December 2004, Erişim [http://www.oie.int/eng/info/hebdo/AIS_16.HTM#Sec0] 4. BARRATT-BOYES S, MACLACHLAN NJ (1994). Dynamics of viral spread in bluetongue virus infected calves. Vet. Microbiol. 40:361–371. 5. BARRATT-BOYES SM, ROSSİTTO PV, TAYLOR BC, ELLİS JA, MAC- LACHLAN NJ (1995). Response of the regional lymph node to bluetongue virus infection in calves. Vet. Immunol. Immunopathol. 45:73–84. 6. BARZİLAİ E, TADMOR A (1971). Multiplication of bluetongue virus in goats following experimental infection. Refuah Veterinarith. 23:11–20. 7. BATTEN. C., MANN. S., SHAW. E., MANN. N., MERTENS.P. (2008) A European Field strain of bluetongue viruse derived from two parental vaccine strains by genome segment reassortment.Virus Res.(137),56-63 8. BERRY LJ, OSBURN BI, STOTT JL, FARVER T, HERON B, PATTON W (1982). Inactivated bluetongue virus vaccine in lambs: differential serological responses related to breed. Vet. Res. Commun. 5:289-293. 9. BHANUPRAKASH V, INDRANİ BK, HOSAMANİ M, BALAMURUGAN V, SİNGH RK (2009): Bluetongue vaccines: the past, present and future. Expert Reviews Vaccines 8, 191– 204. 10. BONNEAU KR, DEMAULA CD, MULLENS BA, MACLACHLAN NJ (2002). Duration of viremia infectious to Culicoides sonorensis in bluetongue virus-infected cattle and sheep. Vet. Microbiol. 88:115–125. 11. BOWNE G.J. (1971). Bluetounge Disease. Advances in Veterinary Science and Comparative Medicine. 15, 1-41. 12. BOYCE M, CELMA CP, ROY P (2008). Development of a reverse genetics system for bluetongue virus: recovery of infectious virus from synthetic RNA transcripts. J. Virol. 82:8339–8348 13. BREARD E, POZZİ N, SAİLLEAU C, DURAND B, CATİNOT V, SELLEM E, DUMONT P, GUERİN B, ZİENTARA S (2007): Transient adverse effects of an attenuated bluetongue virus vaccine on the quality of ram semen. Veterinary Record 160, 431–435. 14. BREARD E., BELBİS G., VİAROUGE C, NOMİKOUC K., HAEGEMAND A., DE CLERCQD K., HUDELETE P., HAMERSF C, MOREAUG F., LİLİNG T., DURANDH D, MERTENSC P., VİTOURA D, SAİLLEAUA C, ZİENTARA S. (2015). Evaluation of adaptive immune responses and heterologous protection induced by inactivated bluetongue virus vaccines. Vaccine,33(512-518). 15. CAMPBELL CH, BARBER TL, KNUDSEN RC, SWANEY LM (1985). Immune response of mice and sheep to bluetongue virus inactivated by gamma irradiation. Prog Clin Biol Res. 1985;178:639-47 16. CAPORALE V.(2008). Bluetounge Control Strategy, including recourse to vaccine-a critical review. Conf. OIE 2008, 189-207. 17. CAPORALE,V., GIOVANNINI,A. (2010). Bluetounge control strategy, including recourse to vaccine: a critical review. Rev. Sci.tech.off.int.Epiz., 29(3), 573-591. 18. COWLEY JA, GORMAN BM (1987). Genetic reassortments for identification of the genome segment coding for the bluetongue virus hemagglutinin.J.Virol. 61:2304–2306. 19. ÇALIŞKAN E., KABAKLI Ö, GÜNGÖR A.B, ERTÜRK A., ÇİZMECİ Ş.G, BARUT M.F, ÜN H.(2013). Mavidil Virus İzolatlarının Attenuasyon Çalışmaları. TAGEM/HS/09/14/156 Nolu proje. 20. ERASMUS, B. J. (1990). Bluetongue virus. In: Virus Infections of Ruminants, Ed: Dinter, Z., Morein, B., Elsevier Science Publishers, Chapter 21, p.: 227-237. 21. ERTÜRK, A., TATAR, N., KABAKLİ, O. , INCOGLU, S., CİZMECİ, S.G., BARUT, F.M. (2004) The current situation of bluetongue in Turkey. Vet. Ital., 40 (3), 137-140 22. European Commision Health Consumer Protection Directorate- General ( Sanco/C3/AH/R19/2000) Possible use of vaccination against Bluetongue in Europe. Scientific Committee on animal health and animal welfare. Adopte 27 june 2000. 23. FRANCHI. P., MERCANTE. M.T., RONCHI. G.F. ARMILLOTTA.G., ULISSE. S., MOLINI. U., Di VENTURA.M., LELLI. R., SAVİNİ. G., PINI. A. (2007) Laboratory tests for evaluating the level of attenuation of bluetongue viruse. J.Virol. Methods 153: 263-265 24. FRENCH TJ, MARSHALL JJ, ROY P (1990). Assembly of double-shelled, virus-like particles of bluetongue virus by the simultaneous expression of four structural proteins. J. Virol. 64:5695-5700. 25. FRENCH TJ, ROY P (1990). Synthesis of bluetongue virus (BTV) corelikeparticles by a recombinant baculovirus expressing the two major structural core proteins of BTV. J. Virol. 64:1530–1536. 26. GORMAN,B.M. ( 1994). The Bluetounge Viruses. İn: Current Topics in Microbiology and Immunology. Ed: P.Roy and B.M. Gorman Springer Verlag-Berlin. 162:1-15. 27. GÜNGÖR AB,KABAKLI Ö,ÇALIŞKAN E.(2011).Mavidil Serotip-4 attenue liyofilize aşısının farklı stabilizatörler ile üretilmesi. Etlik Vet Mikrobiyol Derg, 22, 16-22 28. HARPER DM, FRANCO EL, WHEELER CM, MOSCİCKİ AB, ROMANOWSKİ B, ROTELİ-MARTİNS CM, JENKİNS D, SCHUİND A, COSTA CLEMENS SA, DUBİN G; HPV Vaccine Study group (2006). Sustained efficacy up to 4.5 years of a bivalent L1 virus-like particle vaccine against human papillomavirus types 16 and 18: follow-up from a randomized control trial. Lancet 367:1247-1255. 29. HASSAN SS, ROY P (1999). Expression and functional characterization of bluetongue virus VP2 protein: role in cell entry. J. Virol. 73:9832–9842. 30. HOWELL. P.G., VERWOERD. D.W. (1971) Bluetongue virus. In Virology Monographs, Vol. 9 ( S. Gard, C. Hallaver, K.F. Meyer, eds.) Springer Verlag, Newyork, 35-74. 31. HUNTER P, MODUMO (2001). A monovalent attenuated serotype 2 bluetongue virus vaccine confers homologous protection in sheep. Onderstepoort J. Vet. Res. 68:331-333. 32. KABAKLI Ö, GÜNGÖR A.B,ÇALIŞKAN E.,ÇELİK N.,DEMİRHAN İ.,EROL H.,KESKİN H., YURDAKUL H. ( 2011). İnaktif mavidil serotip 4 aşısı üretimi .Etlik Vet Mikrobiyol Derg, 22, 32-38 33. KOUMBATİ M, MANGANA O, NOMİKOU K, MELLOR PS, PAPADOPOULOS O (1999). Duration of bluetongue viremia and serological responses in experimentally infected European breeds of sheep and goats. Vet. Microbiol. 64:277–285. 34. LACETERA N, RONCHİ, B (2004). Evaluation of antibody response and non-specific lymphocyte blastogenesis following inoculation of a live attenuated bluetongue virus vaccine in goats. Am. J. Vet. Res. 65:13311-1334 35. LOBATO ZI,COUPAR BE,GRAY CP,LUNT R,ANDREW ME (1997).Antibody responses and protective immunity to recombinant vaccinia virus-expressed bluetounge virus antigens. Vet.Immun.Immunopathol.59:293-309. 36. LOUDON PT, HİRASAWA T, OLDFİELD S, MURPHY M, ROY P (1991). Expression of the outer capsid protein VP5 of two bluetongue viruses, and synthesis of chimeric doubleshelled virus-like particles using combinations of recombinant baculoviruses. Virology 182:793–801. 37. LUEDKE AJ, ANAKWENZE EI (1972). Bluetongue virus in goats. Am. J. Vet. Res. 33:1739– 1745. 38. LUEDKE AJ, JOCHİM MM, BOWNE JG (1965). Preliminary bluetongue transmission with the sheep ked Melophagus ovinus (L.). Can. J. Com. Med. Vet. Sci. 29:229–231. 39. MACLACHLAN NJ (1994). The pathogenesis and immunology of bluetongue virus infection of ruminants. Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis.17:197–206. 40. MACLACHLAN NJ (2004). Bluetongue: pathogenesis and duration of viraemia. Vet. Italia 40:462–467. 41. MACLACHLAN NJ, GARD G (2009). Clinical signs and pathology. In: Mellor P, Baylis M, Mertens PPC (eds.): Bluetongue. Academic Press, London, pp. 285–293 42. MACLACHLAN NJ, HEİDNER HW, FULLER FJ (1987). Humoral immune response of calves to bluetongue virus infection. Am. J. Vet. Res. 48:1031–1035. 43. MACLACHLAN NJ, THOMPSON J (1985). Bluetongue virus induced interferon in cattle. Am. J. Vet. Res. 46:1238–1241. 44. MANN, N., MANN, S., SINGH, K.P., SAMUEL, A. R., MERTENS, P., Development of reverse transcriptase-polymerase chain reaction-basedassays and sequencing for typing European strains of bluetongue virusand differential diagnosis of field and vaccine strains. Vet. Ital. 40 (4): 552-61. 45. MELLOR, P. S., WITTMANN, E. J. (2002). Bluetongue virus in the mediterranean basin 1998-2001. Vet J 164(1): 20-37. 46. MELVİLLE LF, HUNT NT, DAVİS SS, WEİR RP (2004). Bluetongue virus does not persist in naturally infected cattle. Vet. Italia 40:502–507. 47. MERTENS, P., MANN, N., PRASAD, G., SAMUEL, A. R., SHAW, A. E., POTGIETER, A. C., ANTHONY, S. J., MANN, S. (2007). Design of primers and use of RT-PCR assays 48. 49. 50. 51. 52. 53. 54. 55. 56. 57. 58. 59. 60. 61. 62. 63. 64. 65. 66. 67. 68. fortyping European bluetongue virus isolates: differentiation of field and vaccine strains. J.Gen. Virol. 88:2811-23. MONACO, F., CAMMA, C., SERINI, SAVINI, G. (2006). Differentiation between field and vaccine strain ofbluetongue virus serotype 16. Vet. Microb. 166: 45-52. MURRAY, P.K., EATON, B.T. (1996) Vaccines for bluetongue. Aust Vet J, 73(6):207-10. NIKOLAKAKI, V., NOMİKOU, K., KOUMBATI, M., MANGANA, O., PAPANASTASSOPOULOU, M., MERTENS, P., PAPADOPOULOS, O. (2006). Molecular analysis of the NS3/NS3A gene of Bluetongue virus isolatesfrom the 1979 and 1998–2001 epizootics in Greece andtheir segregation into two distinct groups. Vir. Res. 114: 6-14 NOAD R,ROY P (2003). Virus-like particles as immunogens. Trends Microbiol. 11:438-444. OIE Manual of Standarts for Diagnostic Tests and Vaccines (2012). Bluetongue. Chapter 2.1.3. http://www.oie.int.norms.MMANUAL/A_00026.htm OSBURN BI, JOHNSON RT, SİLVERSTEİN AM, PRENDERGAST RA, JOCHİM MM, LEVY SE (1971). Experimental viral-induced congenital encephalopathies. II. The pathogenesis of bluetongue virus infection of fetal lambs. Lab. Invest. 25:206-213. OZKUL A; ERTURK A; CALISKAN E; SARAC F; CEYLAN C; MERTENS P;KABAKLI O;DINCER E;CIZMECI S G ( 2009) .Segment 10 based molecular epidemiology of bluetongue virus (BTV) isolates from Turkey: 1999-2001. Virus research 142(1-2):134-9. PANDRANGİ.A(2013).Etiology,pathogenesis and future prospects for developing improved vaccines against bluetounge virus: A Review. Afr. Jour.of Env. Sci. and Tec.7(3),68-80. PARKER, J., HERNIMANN, K.A.J., GIBBS. (1975). An experimental inactivated vaccine against bluetongue. Vet.Rec. 96: 284-287. RAMAKRISHNAN, M.A., PANDEY, A.B., SINGH, K.P., SINGH, R., MEHROTRA, M.L. (2005). Immune response and protective efficacy of binary ethylenimine (BEI) inactivated bluetounge virus vaccines in sheep Vet. Res Comm. 29 RAMAKRISHNAN, M.A., PANDEY, A.B., SINGH, K.P., SINGH, R., MEHROTRA, M.L. (2005). Immune response and protuctive efficacy in sheep immunised with hydroxylamineinactivated bluetongue virus vaccine. Vet. Ital. 41(3): 149-155. RİCHARDS RG, MACLACHLAN NJ, HEİDNER HW, FULLER FJ (1988). Comparison of virologic and serologic responses of lambs and calves infected with bluetongue virus serotype 10. Vet. Microbiol. 18:233–242. RONER MR, JOKLİK WK (2001). Reovirus reverse genetics: incorporation of the CAT gene into the reovirus genome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98:8036–8041 ROY P (1992). Bluetongue virus proteins. J. Gen. Virol. 73:3051-3064 ROY P, NOAD R (2008). Virus-like particles as a vaccine delivery system: myths and facts. Hum. Vaccin. 4:5-12. SAVINI, G.; HAMERS, C.; CONTE, A.; MIGLIACCIO, P.; BONFINI, B.; TEODORI, L.; VENTURA, M. DI; HUDELET, P.; SCHUMACHER, C.; CAPORALE, V. (2008)Assessment of efficacy of a bivalent BTV-2 and BTV-4 inactivated vaccine by vaccination and challenge in cattle. Veterinary Microbiology 133 : 1-8 SAVINI,G., RONCHİ,G.F., LEONE,A., CIARELLI,A., MIGLIACCIO,P., FRANCHİ,P.,MERCANTE,M.T., PINI,A. ( 2007). An inactivated vaccine for the control of bluetounge virus serotype 16 infection in sheep in Italy. Vet.Micrb.124: 140-146 SAVINI.G., MONACO. F., CONTE. A., MIGLIACCIO. P., CASACCIA. C., SALUCCI. S., Di VENTURA. M. (2004) Monovalent modified-live vaccine againts bluetongue virus serotype 2: immunity studies in cow. Vet. Ital. 40(4): 664-667 SAVİNİ G, MACLACHLAN NJ, SANCHEZ-VİZCAİNO JM, ZİENTARA S (2008). Afr. J. Environ. Sci. Technol. Vaccines against bluetongue in Europe. Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 31: 101-120. SAVİNİ G, MACLACHLAN NJ, SANCHEZ-VİZCAİNO JM, ZİENTARA S (2008): Vaccines against bluetongue in Europe. Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Diseases 31, 101–120. SCHULTZ G, DELAY PD (1995). Losses in newborn lambs associated with bluetongue vaccination of pregnancy ewes. J. Am. Vet. Med. Assoc. 127:224-226. 69. SCHWARTZ-CORNİL I, MERTENS PPC, CONTRERAS V, HEMATİ B, PASCALE F, BRERAD E, MELLOR PS, MACLACHLAN NJ, ZİENTARA S (2008). Bluetongue virus: virology, pathogenesis and immunity. Vet. Res. 39:46. 70. SELLERS RF, TAYLOR WP (1980). Epidemiology of bluetongue and the import and export of livestock, semen and embryos. Bull. Off. Int. Epizoot. 92:587–592. 71. STOTT JL, OSBURN BI, ALEXANDER L (1985). Ornithodoros coriaceus (pajaroello tick) as a vector of bluetongue virus. Am. J. Vet Res. 46:1197–1199. 72. TWEEDLE N, MELLOR PS (2002): Technical review – bluetongue: The virus, hosts and vectors. Version 1.5. Report to the Department of Health, Social Services and PublicSafetyU.K.(DEFRA),25p.http://archive.defra.gov.uk/foodfarm/farmanimal/diseases/atoz/doc uments/bluetongue_technical.PDF (accessed July 28, 2011). 73. VERONESİ E, HAMBLİN C, MELLOR PS (2005). Live attenuated bluetongue vaccine viruses in Dorset Poll sheep, before and after passage in vector midges (Diptera: Ceratopogonidae). Vaccine 23:5509-5516. 74. YONGUÇ, A.D., TAYLOR, W.P., CSONTOS, L., WORRALL, E. (1982). Bluetongue in Western Turkey. Vet. Rec. Aug. 111: 144-46. 75. YOUNG S, CORDY DR (1964). An ovine fetal encephalopathy caused by bluetongue virus vaccine. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 23:635-642. 76. ZİENTARA,S., MACLACHLAN, N.G., CALİSTRİ,P.,VİZCAİNO , J.M.S., SAVİNİ ,G. (2010) Bluetongue vaccination in Europe. Expert Review of Vaccines. Vol. 9(9), 989-991 77. ZULU, G.B. , VENTER, E.H., 2014, ‘Evaluation of cross-protection of bluetongue virus serotype 4 with other serotypes in sheep’, Journal of the South African Veterinary Association 85(1), Art. #1041, 2 pages. http:// dx.doi.org/10.4102/jsava. v85i1.1041